Transcript PRUEBAS BIOQUIMICAS - WordPress.com

Pruebas Bioquímicas
Conjunto de pruebas que ponen de manifiestos las características
bioquímicas de las bacterias permitiendo identificar géneros y especies.
La identificación primaria de las bacterias consiste en la determinación de su
morfología microscópica (GRAM y forma) y la morfología macroscópica o
colonial. En este punto somos capaces de poder identificar el género bacteriano,
pero recordemos que el reporte final del aislamiento de una bacteria patógena
siempre debe incluir la especie. Las pruebas bioquímicas nos permiten
reconocer especies bacterianas.
La selección de las pruebas bioquímicas a utilizar dependerá del tipo de
bacterias aislada, en el caso de los GRAM positivos la aplicación de tres pruebas
pueden resultar suficientes en la identificación de algunas cepas de estafilococos,
mientras que para los GRAM negativos se requiere un número mayor de
pruebas para identificar una enterobacteria al nivel de especie.
Prueba de la Oxidasa
El objetivo de la prueba “Oxidasa” es buscar la presencia de la
enzima Citocromo C oxidasa. Se trata de un enzima que oxida
el citocromo C de la cadenatransportadora de e-. Este se
detecta utilizando el tetra para fenilendiamina: el reactivo de
oxidasa contiene este compuesto que va a ser oxidado por la
citocromo C oxidasa. En estado reducido es incolora, pero
cuando se oxida vira a púrpura.
Esta prueba da como resultado la presencia de E. coli (-)
P. aeruginosa(+)
Procedimiento
Con un pequeño papel de filtro añadimos reactivo de Kovacs,
lo impregnamos y a partir del tubo con la bacteria problema
tomamos un poco con el asa de platino y ponemos en el
papel. Tras unos 30 segundos, observamos si ha ocurrido algún
cambio. Las bacterias que dan positivo a esta prueba tienen
generalmente un ciclo respiratorio oxidativo. Se considera
positiva esta prueba cuando toma un color púrpura la
muestra.
PRUEBA DE LA CUAGULASA.
*Principio._ Se basa en la capacidad de las bacterias de coagular el plasma por
efecto de la enzima coagulasa.
Se utiliza de manera especifica para identificar especies dentro del grupo de los
staphylococcus:
*Staphyñococcus subesp. Anaerobious, S. aureus subesp. Aureus, S. Schleiferi subesp.
Schleiferi coagulans, todos son positivos para la estafilocoagulasa (coagulasa libre,
prueba en tubo).
*S. aureus subesp. aureus, S. lugdunensis y S. schleiferi subesp. schleiferi todos son
positivos para el factor de agregacion (coagulasa ligada, prueba en
portaobjetos).
Un resultado positivo de la prueba de coagulasa constituye un
diagnostico definitivo para la identificacion de S. aureus y con
frecuencia se utiliza para indicar la virulencia o patogenicidad.
BIOQUIMICA
La estafilocoagulasa es excretada al medio extracelular por el
S. aureus),es
relativamente estable al calor y se inactiva con facilidad por las enzimas proteolíticas
(proteasas).
In vitro, la coagulasa aumenta la velocidad de coagulación, del plasma, lo que produce la
formación de un coagulo de fibrina.
La coagulasa ligada se detecta en la prueba en portaobjetos, la prueba de agregación
del plasma. La coagulasa ligada o el factor de agregación (CF) es responsable de la
absorción del fibrinógeno y lo altera del modo tal que precipita sobre los estafilococos
y causa la agregación de estos, lo que produce la aglutinación rápida de las células. El
factor de agregación convierte el fibrinógeno en fibrina de manera directa.
Coagulasa libre._ la prueba de la coagulasa en tubo detecta ambas coagulasas, la libre
y la ligada, siendo la única distinción entre ambas la antigénica. La coagulasa libre
extracelular reacciona con una sustancia en el plasma denominado factor de agregación
de la coagulasa (CRF), una sustancia
termoestable similar a la trombina. Este complejo reacciona de manera indirecta
convirtiendo el fibrinógeno en fibrina. La diferencia principal es que el CRF que
reacciona con la coagulasa no requiere iones de calcio para formar un coagulo y es
insensible a la heparina.

Interpertacion
Procedimiento en portaobjeto
I.
I.
POSITIVO (+)

Marcada agregacion dentro de los 5-20 seg.

S. aureus cepa virulenta
II.
Positivo Tardio

Cualquier agrefacion o granulacion despues de 20 seg y hasta 1 mnuto

S. Aureus cepa virulenta
III.
Dudoso

Cualquier granulacion despues de 1 minuto

Repetir si el resultado es identico, confirmar por prueba en tubo antes de
informar el resultado
IV.
Negativo (-)

Sin cambios; la suspension permanece homogénea

Confirmar por prueba de tubo antes de informar el resultado

S. epidermis, S. saprphyticus u otro microorganismo
Procedimiento en tubo
I.


II.
Fomacion de coagulo o filamentos de fibrina separados
Completo: Coagulo en todo el tubo
Parcial: El cuagulo no se extiende a todo lo largo de la columna liquida.
Cualquier grado de coagulacion es considerado positivo
Negativo (-)


Ausencia de formacion del coagulo, la suspension permanece homogenea
(igual que el tubo inoculado)
S. espidermis, S. saprophyticus u otro microorganismo
PRUEBAS DE CATALASA Y PEROXIDASA.
Principio de esta prueba es probar la presencia de las enzimas catalasa y
peroxidasa.
*Estas enzimas son considerada “hidroperoxidasas”.
*El centro activo de la catalasa son un tipo de proteínas hemo denominadas
citocromos.
*El H2O2 (peróxido de hidrogeno) si se acumula es toxico para las bacterias y
produce su muerte. La catalasa puede descomponer el peróxido de hidrogeno u
oxidar sustratos secundarios pero no tiene acción contra otros peróxidos.
*La descomposición del H2O2 solo puede darse por la presencia de dos enzimas
la catalasa y la peroxidasa. Para la descomposición catalítica esta involucrada la
reducción del hierro trivalente, a su forma reducida el hierro bivalente, y la
reoxidación de este ultimo a oxigeno.
•La catalasa puede funcionar de dos modos distintos:
•En el catabolismo del peróxido de oxigeno o en la oxidación peroxidativa de
pequeños sustratos como el alcohol etilico, el alcohol metilico, o el mercurio
elemental.
1)La prueba de la catalasa es utilizada para diferenciar principalmente entre los
géneros:
*Streptococcus (-) entre los Micrococcus (+) o de sthaphylococcus (V+)
*Bacillus (+) de los Clostridium (V-)
*Listeria Monocytogenes (+), especies de Kurthia (+), Corynebacterium (+) de
otros
Microorganismos que pueden ser similares desde el punto de vista morfologico
por ejemplo:
Especies de Lactobacillus (V-), especies de Enterococcus (V-) y Streptococcus del
grupo B (-).
2)La diferenciación de especies de microorganismos:
*Gram Positivos
por ejemplo: Aerococcus Urinae (+) de Aerococcus Viridans (-)
*Gram Negativos
por ejemplo: Moraxella Bovis (variable) y especies de Kingella (-) de otras
especies de Moraxella (+)
PRUEBA DE LA CATALASA
Para esta prueba los reactivos que se utilizan son:
*Peróxido de Hidrogeno al 30%
*Buffer fosfato M/15, pH 7.0
*Tween 80, 10%
Algunos procedimientos para las pruebas de catalasa rutinaria a temperatura
ambiente (22-25 °C)
•El primero es el método en portaobjetos, este es el mas recomendable
•El otro consiste es el método en tubo.
También existen las pruebas de catalasa para la diferenciación de
Mycobacterium.
•Para esta prueba existen tres métodos:
•Prueba de la mancha (método de la gota)
•Prueba semicuantitativa
•Prueba de la catalasa termoestable
PRUEBA DE LA CATALASA INTERPRETACION
*Prueba coagulasa rutinaria:
1._Positivo (+), burbujeo inmediato, observado con facilidad: formación de O2
2._Negativa (-), ausencia de burbujas, ausencia de O2
*Pruebas de catalasa para mico bacterias:
1._ prueba de la mancha: positivo (+), aparición de burbujas alrededor de las colonias
dentro
de 4-5 seg. Algunas colonias pueden ser positivas y otras negativas.
Rápido: fuertemente positivo (+)
Lento: positivo débil (+)
2._ prueba semicuantitativa: medicion de altura de columna de burbujas
>45-50 mm. fuertemente positivo (+)
20-50 mm. positivo debil (+) a positivo (+)
< 20mm. negativo (-)
3._ Catalasa termoestable._ observar el burbujeo inmediato (liberacion de gas), los
tubos
negativos deberan de mantenerse 20 min. para poder ser reportados como negativos,
verificar
de manera cuidadosa ya que unas cuantas burbujas da resultado positivo.
PRUEBA DE CITRATO


Principio
◦ La prueba de citrato se utiliza para determinar si un
microorganismo es capaz de utilizar el citrato como única fuente
de carbono para el metabolismo y el crecimiento con alcalinidad
resultante.
Objetivo
◦ Ayuda a diferenciar entre géneros, en especial entre los
miembros de la familia Enterobacteriaceae , de microorganismos
Gramnegativos relacionados y de bacterias no fermentadoras.
◦ Escherichia coli, por lo general (-) y especies de Shigella (-)
◦ Edwardsiella (-) de Salmonella (por lo general +)
◦ Serratia proteamaculans (+) de Yersinia Pseudotuberculosis (-) y
Yersinia enterocolitica ( por lo general -)
◦ Proteus Klebsiella-Enterobacter (por lo genreal +) de E.coli (por lo
general -)

Ayuda a la diferenciacion de especies
◦ Leminorella grimontii (+) de Leminorella richardi (-)
◦ Acidovorax delafieldii (+) de A. facilis (-) y A. temperans (-)

Medio utilizado
Citrato de Simmons

Interpretación
 Positivo (+): Crecimiento con un intenso color azul en el pico de la
flauta
 Negativo (-): Ausencia de crecimiento y ningún cambio en el color
(verde)
PRUEBA DE UREASA

Principio:
◦ Determinar la capacidad de un microorganismo de hidrolizar la urea en dos
moléculas de amoníaco por la acción de la enzima ureasa, con la resultante
alcalinidad.

Objetivo:
◦ Desde un principio esta actividad enzimática fue característica de todas las
especies Proteus y se le utilizó sobre todo para diferenciar los
microorganismos Proteus rápidamente, ureasa positivos de otros miembros
de la familia Enterobacteriaceae; los otros géneros pueden dar una reacción
positiva tardía

Ayuda a la diferenciacion de especies:
◦
Enterobacter dissolvens (+), E. gergoviae (+), E. hormaechae, ( V. por lo común
+) E. cloacae (V) de otras especies de Enterobacter (-)

Ayudar a la identificacion de
1.
2.
3.
4.
Vibrio Parahaemolyticus ureasa variable, por lo común +
Helicobacter cinaedi rápidamente ureasa +
Especies de Mycobacterium (V)
Especies de Cryptococcus (levaduras) (+, 1-2 dias)
Bioquímica

La urea es hidrolizada por una enzima llamada ureasa para dar dos
moléculas de amoníaco. La ureasa es una importante enzima relacionada
con la descomposición de los compuestos orgánicos.
Medio utilizado

Urea de Christensen

Se utiliza para detectar la actividad de ureasa por todos los
microorganismos Proteus rápidamente ureasa positivos. Las especies de
Enterobacter pueden utilizar la urea como única fuente de nitrógeno.

El medio de Christensen elimina la necesidad de que un microorganismo
utilice el amoniaco como su única fuente de nitrógeno y permite la
detección de la hidrólisis de la urea por otros miembros de la familia
Enterobacteriaceae cuya actividad de ureasa es leve y tardía .

La velocidad de la hidrólisis de la urea diferencia los microorganismos de la
subfamilia Proteeae que producen ureasa ráìdamente , los microorganismos
ureasa positivo tardíos como las especies de Klebsiella o de Enterobacter
varían en su velocidad de hidrólisis de la urea.
Interpretación

Positivo (+): Color rosa-rojo (rojo-violeta) intenso en el pico de flauta. El
color puede penetrar en el interior del agar; la extensión del color
indica la velocidad de la hidrólisis de la urea
a)



Grado de la hidrólisis
4+; todo el tubo rosa- rojo
2+; pico de flauta rosa, fondo sin cambios.
+ débil; la parte superior del pico de la flauta rosa, el resto sin
cambios.
b)
Positivo rápido: 1-6 horas para todos los microorganismos Proteeae
positivos.
c)
Positivo tardío: 24 horas a 6 días de incubacion (Klebsiella, Enterobacter,
Citrobacter)
◦
Negativo (-): Sin cambios de color (color piel a amarillo pálido)
PRUEBA DE MOVILIDAD
• PRINCIPIO
A. Determinar si un microorganismo es móvil o inmóvil
B. Las bacterias son móviles por medio de flagelos. Los flagelos
aparecen sobre todo entre los bacilos; sin embargo, unas pocas formas
cocoides son móviles. Las bacterias móviles pueden contener un único
flagelo o muchos flagelos y su ubicación varía según las especias
bacterianas y las condiciones de cultivo. En ocasiones, las bacterias
móviles producen variantes inmóviles que parecen estables y en raras
oportunidades revierten a las formas móviles. Los microorganismos
inmóviles carecen de flagelos.
• OBJETIVO
A. Incubación: 37°C
1.- Ayudar a diferenciar entre géneros
a) Enterobacter de klebsiella (-)
b)Vibrio (por lo común +) de Actinobacillus (-)
c)Aeromonas media (-) y Aeromonas salmonicida (-) de otras
especies de Aeromonas y Plesiomonas shigelloides (+)
2.- Ayudar a diferenciar entre especies
a) Escherichia coli aerógena (+) de la variedad anaerógena (inactiva) de E. coli
b) Bacillus anthracis (-) y B. mycoides (-) de otras especies de bacillus
c) Bordetella bronchiseptica (+) y B. avium (+) de B. parapertussis (-) y
B. Pertussis
B. Incubación: 22-25°C (temperatura ambiente)
1.- Ayudar a diferenciación entre géneros: Listeria monocytogenes (+) de
especies de corynebacterium (por lo común -)
2.- Ayudar a la diferenciacion de especies
a) Corynebacterium aquaticum (+)y C. matruchotti (+) de otras especies de
corynebacterium (por lo común variable
b) Yersinia enterocolitica (+) d otras especies de Yersinia (-)
• MEDIOS DE CULTIVOS UTILIZADOS
MEDIO PARA LA PRUEBA DE MOVILIDAD (SEMISÓLIDO)
MIO o SIM
• INTERPRETACION MACROSCOPICA
A. Medio para la movilidad
1.- Resultado positivo(móvil): microorganismos móviles que migran desde la
línea de siembra y difunden en el medio, lo que produce turbidez. Pueden
mostrar estrías de crecimiento velloso
2.- Resultado negativo (inmóvil): crecimiento bacteriano acentuado a la largo
de la línea de siembra; el medio que la rodea permanece claro
3.- Medio de control(no inoculado), Medio control: sin crecimiento, el medio
permanece claro e incolora
PRUEBA DE INDOL
• PRINCIPIO
Determinar la cantidad de un microorganismo para producir indol a partir de
triptófano.
• OBJETIVO
A. Ayudar a la diferenciación entre géneros
1.- Separación se Escherichia coli (+) de los miembros de los géneros
klebsiella (por lo común -), Enterobacter (V-), Hafnia (-), Serratia (V-) y una
especie de Pantoea, Pagglomerans (-)
2.- Cardiobacterium hominis (+ débil) de Eikenella corrodens (-), de especies
de kingella (-) y de suttonella indologenes (-)
B. Ayudar en la difernciación de especies junto con otras pruebas bioquímicas
1.- Paenibacillus alvei (+) de otras especies de bacilos
2.- Escherichia coli (+) , E. hermanii (+) y E. fergusonii (+) de E. vulneris (-) y
E. blattae (-)
3.- Citrobacter freundii (-) de C. koseri (+) y de C. amalonaticus
4.- Klebsiella oxytoca (+) K. ornithinolytica (+) de otras especies de Klebsiella
(V -)
5.- Proteus vulgaris (+), P. Inconstans (+), P. rettgeri (+) de otras especies de
Proteus
• MEDIOS DE CULTIVO EMPLEADOS
MIO, SIM
• INTERPRETACION
A. Positivo (+): en segundos, aparece un anillo rojo (fucsia brillante) en la
interface del medio con la porción inferior de la fase alcohólica, sobre el
medio.
B. Negativo (-): no hay ningún desarrollo de color en la capa de alcohol o parece
un anillo turbio
C.Variable (+,-): un color anaranjado en la superficie del medio, debido al
escatol, un compuesto metilado que puede ser un precursor de formación
del indol.
Prueba de Voges-Proskauer

Principio

Se usa para determinar la capacidad de algunos microorganismos para
producir un producto final neutro, acetil-metilcarbinol, a partir de la fermentación
de la glucosa

Objetivo

1.-Ayuda a la diferenciación de géneros:
Klebsiella pneumoniae subesp. pneumoniae (+) y Enterobacter (por lo común
+) de Escherichia coli (-).
Staphylococcus (por lo comun +) de Micrococcus (-)
2.-Ayuda a la diferenciación de especies:
Klebsiella pneumoniae subesp. pneumoniae (+), K. oxytoca (+),K.planticola (+)
y K. terrigena (+) de K. pneumoniae subesp. Ozaenae (-) y K.pneumoniae
subesp. Rhinoscleromatis (-)
3.- Ayuda a la identificación de:
Hafnia alvei: 22-25°C(+);37°C(V)
Yersinia enterocolitica: 22-25°C(V, por lo común +), 37°C(-)








Listeria monocytogenes(20)

a.- Reactivos Coblentz (+)

b.- Reactivo O’Meara (-)

4.- Ambos: rojo de metilo (MR+) y Voges- Proskauer(VP+)

Todas las especies de Listeria (MR+/VP+)

Brochothrix campestris y B. thermosphacta (ambos MR+/vp+).

Medio Utilizado:

Medio de Clark y Lubs modificado (Caldo MR/VP)

El medio MR/VP comercial es una modificación del medio de Clark y
Lubs. Clark y Lubs utilizaron una concentración al 1% de peptona y
glucosa, pero una concentración de no menos de 0.5% es el mínimo
satisfactorio, de modo que la concentración de iones de hidrógeno
limitante no es alcanzada por los microorganismos rojo de metilo
negativos. Una concentración de 0.5% de peptona otorga menos
color al medio, lo que facilita la interpretación de la reacción.







Agregar los reactivos de Voges-Proskauer directamente a
una alícuota incubada antes de intentar realizar la
interpretación.
Reactivos empleados: 3 opciones
A.- Reactivos VP de Barritt (2.5ml)
B.-Reactivos VP de Coblentz (2ml)
C.- Reactivo VP único de O’Meara(modificado) (1ml)
Interpretación:
VP positivo (+): color rosado-rojo en la superficie del medio
(acetoína presente).

VP negativo (-): color amarillo en la superficie del medio
(igual color que el reactivo). Puede formarse un color cobrizo,
pero es un resultado negativo (debido a la reacción de los
reactivos cuando se mezclan)
NEGATIVO
Positivo
Prueba de Rojo de Metilo

Principio
Probar la capacidad de un microorganismo para producir y mantener estables los
productos finales ácidos a partir de la fermentación de la glucosa y para vencer la
capacidad buffer del sistema.
 Esta es una prueba cuantitativa para la producción del ácido (determinación de pH);
algunos microorganismos producen mas ácidos que otros.


Objetivo

Los resultados de rojo de metilo son características valiosas para la identificación de
especies bacterianas que producen ácidos fuertes a partir de la glucosa
A.-Ayuda a la diferenciación entre géneros o a la diferenciación de especies dentro
de un género de la familia Enterobacteriacaea. La prueba de rojo de metilo es parte
de la batería de pruebas del IMViV (indol-rojo de metilo-Voges-Proskauer-citrato).
1. Escherichia coli (MR+) de Enterobacter aerogenes (MR-) y Enterobacter cloacae
(MR-)
2. Especies de Yersinia (V, variable, por lo común +) de otros bacilos gramnegativos
no estéricos (MR-).
3. Diferenciar Edwardsiella ictaluri (MR-) de E. hoshinae (MR+) y E. tarda del
biogrupo 1 (MR+)





















4. Diferenciar Leminorella richardii (MR-) de L.grimontii(MR+).
5. Diferenciar Klebsiella oxytoca y K. pneumoniae subesp. pneumoniae
(ambas V, por lo común MR-) y K. terrigena (V) de otras especies o
subespecies de Klebsiella (MR+).
6.Budvicia aquatica (MR+) de otros miembros de la familia
Enterobacteriacaea con resultados KIA/TSI Ácido/Ácido, HS2.
B.- Otros microorganismos que son rojo de metilo positivos.
1. Aerococcus urinae (MR+) de A. viridans (MR-)
2.Todas las especies de Shigella (MR+)
3. Ewingella americana (MR+)
4. Especies de Kluyvera (MR+)
5. Leclercia adecarboxylata (MR+)
6. Especies de Citrobacter (MR+)
7. Buttiauxella agrestis (MR+)
C.- Las pruebas de rojo de metilo y Voges-Proskauer se utilizan para
ayudar en la identificación de:
1. Aeromonas hydrophila (MR+/VP+)
2. Aeromonas salmonicida subesp.masoucida(MR+/VP+)
3. Aeromonas veronii (MR+/VP+)
4. Especies de Listeria (MR+/VP+)
5. Vibrio metschnikovii(MR+/VP+)

Medio de cultivo empleado:

Medio de Clark y Lubs (Caldo rojo de metilo/voges-proskauer, clado
MR/VP)

Rectivo utilizado: Indicador de pH Rojo de metilo

Interpretación:

MR positivo (+):el cultivo es suficientemente ácido para permitir que
el reactivo rojo de metilo permanezca con un color distintivo rojo
brillante, estable (pH4.4), en la superficie del medio. Los
microorganismos MR-positivos producen mas ácidos con un pH
resultante terminal bajo. Ellos vencen el sistema buffer fosfato y
mantienen una acidez en el medio (pH 4.2 o menor)

MR negativo (-):color amarillo (pH6) en la superficie del medio

Reacción tardía(+/-):el color naranja rojizo indica que el
microorganismo produce menos ácido a partir del sustrato de
prueba. Continuar la incubación hasta 4 días y repetir la prueba
Fermentación de Hidratos de
Carbono
Principio:
Determinar la capacidad de un microrganismo para
fermentar un hidrato de carbono especifico
incorporado en un medio basal y producir acido o
acido con gas visible
Objetivo:
Los patrones de fermentación por lo general son
característicos para grupos bacterianos específicos
todos enterobacterias, Ayuda en la diferenciación
entre géneros Proteus penneri (xilosa A (acido)} de
especies de Providencia (xilosa -)

Los patrones de utilización de los hidratos de carbono pueden ayudar a la
diferenciación de muchas especies Grampositivos, Gramnegativos y
enterobacteriaceae Staphilococcus aureus, Alcaligenes xylosondans, Kingella
kingae (maltosa A) , Escherichia fegusonii, Haemophilus ducreyi (glucosa -)
Proteus vulgaris entre otras.
Medio Utilizado
Caldo Rojo de Fenol con campana de Durham

Interpretación:

1. Positivo (A/F)
◦ Acido: color amarillo, pH 6,8.
◦ Producción de gas variable
 (1) Positivo para el gas
 (a) Aerógeno: CO2+h2 presentes.
 (b) Burbujas de gas presentes en el tubo de Durham
insertado o medio completamente desplazado por el gas
que deja una porción incolora en el tubo de Durham.
 (c) Una única burbuja en el tubo de Durham es significativa;
registrar como producción de gas
 (d) Registrar como producción de acido y gas


 (2) Negativo para el gas
 (a) Anaerógeno
 (b) Ausencia de burbujas de gas y el medio en los tubos de
Durham insertados permanece amarillo
 (c) Registrar como producción de acido solamente
2. Tardío: color anaranjado. Si es inseguro, comparar con un tubo
no inoculado y reincubar
3. Negativo
◦ a. color rosa rojizo
◦ b. peptonas con la resultante alcalinidad, pH 8,4.
(-)
(+)
Lactosa Glucosa Sacarosa Kligler y
TSI
PRINCIPIO:
Determinar la capacidad de un microrganismo de para
atacar un hidrato de carbono especifico en un medio de
desarrollo basal con producción de gas o no junto con la
determinación de la posible producción de acido
sulfhídrico
 OBJETIVO: La producción de H S y/o los patrones de
fermentación por general son características
particulares de grupos bacterianos específicos genero y
especies sobre todo en la familia enterobacteriaceae

2
Medio Utilizado:
TSI (triple azúcar hierro) y Klinger

TSI Gracias a su composición es uno de los medio de cultivo más empleados para
la diferenciación de enterobacterias según:
1.
2.
3.
4.

1.
2.
3.
4.
Fermenten o no glucosa.
Fermenten o no lactosa o sacarosa.
Produzcan o no ácido sulfhídrico.
Produzcan o no gas.
Correspondientemente las reacciones sobre agar TSI son:
Si la bacteria problema fermenta la glucosa, acidificará el medio haciendo virar a amarillo el
indicador en el fondo del tubo, mientras que si no es fermentadora de glucosa, el medio
permanecerá de color rojo.
Si la bacteria problema fermenta lactosa o sacarosa, acidifica el medio en su superficie
volviéndolo de color amarillo, mientras que si no lo es, la superficie del medio continuará de
color rojo.
Si produce ácido sulfhídrico (debido a la reducción de las sales de hierro), se presentará un
ennegrecimiento del tubo. La producción de sulfhídrico y el consiguiente ennegrecimiento
pueden impedir ver la fermentación de la glucosa (fondo amarillo), pero este hecho implica
directamente que la bacteria es fermentadora de glucosa.
Si aparece rotura o desplazamiento del medio, significa que la bacteria es productora de gas.
*en el kliger se obtiene los mismos resultados difiere en la ausencia de sacarosa

Resultados positivos por ruptura del medio por gas y
viraje por cambio de pH
Prueba de acido sulfhídrico
Principio: determinar si se ha liberado enzimáticamente
acido sulfhídrico gaseoso a partir de los aminoácidos
azufrados para producir una reacción coloreada visible,
negra en presencia de un sistema indicador de acido
sulfhídrico
 Objetivo: Ayuda a la diferenciación de especies e
identificación
 Bioquímica: La proteolisis de las proteínas produce
aminoácidos individuales; ciertas bacterias
heterotróficas pueden liberar enzimáticamente el azufre
de los diversos aminoácidos azufrados produciendo
acido sulfhídrico gaseoso

Medio utilizado: KIA, TSI. SIM
 Interpretación:
 A. Positivo(+): Cualquier ennegrecimiento
del medio.
 1. a lo largo de la línea de siembra. El
ennegrecimiento se ve primero donde la
fermentación es máxima, a lo largo de la
línea de siembra

Lisina
Determina la capacidad enzimática de un microrganismo de descarboxilar un aminoácido para
formar una amina con la resultante alcalina.
Lisina descarboxilasa.1.-ayuda a la diferenciación entre géneros.
Edwardsiella(+) y salmonella (por lo común +) de las especies de citrobacter(-).
escherichia coli (+) de las especies de shigella(-).
2.- Ayuda a la diferenciación de las especias.
Enterobacter aerogenesis(+) gergoviae(+), Hafnia alvei(+) alvei del biogrupo 1(+) de las otras
especies de Enterobacter(-) y Pantoea agglomerans(-).
Pseudomonas cepacia(+) y pseudoalcalidenes(+)
Klebsiella pneumoniae subesp. rhinoscleromatis(-) y ozaenae(variable)
Burkholderia cepacia(+), gladioli(-), mallei(-) y pseudomallei(-).
Lisina Hierro Agar
-Medio de cultivo utilizado para diferenciar microrganismos, especialmente
Salmonella spp., basado en la decarboxilación /desaminación de la lisina y en la
producción de ácido sulfhídrico.
Fraccionar en cantidades de 4ml.(en tubos de prueba 13*100mm);extremo inferior
profundo, con una aguja de inoculación, estriar el pico de flauta corto. y punzar el
fondo del medio 2 veces, encubar de 18 a 24 hrs a 35°c
Resultados
1-Decarboxilación de la lisina:
-Prueba Positiva: Pico violeta /fondo violeta.
-Prueba Negativa: Pico violeta /fondo amarillo.
2-Desaminación de la lisina:
-Pico rojizo /fondo amarillo. Esto sucede con cepas del género Proteus, Providencia y
alguna cepas de Morganella spp.
3-Produccióndeácidosulfhídrico:
-Prueba positiva: Ennegrecimiento del medio (especialmente en el límite del pico y
fondo)
Ornitina descarboxilasa
1.-Ayuda a la diferenciación entre géneros.
Enterobacter(por lo común +) de Klebsiella(-).
Morganella morganii de los biogrupos 1 y 2(+) de especies de Providencia(-).
2.-ayuda a la diferenciación de las especies.
Salmonella typhi(-), y Salmonella choleraesuis serovariedad gallinarum(-, 24hr)(30) de otras
especies de Salmonella(+).
Shigella sonnei(+) de otras especies de Shigella(-).
Proteus mirabilis(+) de otra especies de Proteus(-).
Aeromonas veronii(+) de las otra especies de Aeromonas(-) aisladas con mas frecuencia.
MIO Medio
Medio usado para la identificación de Enterobacteriaceae en base a su movilidad, actividad de
Ornitina descarboxilasa y producción de indol.
Resultados
1-Movilidad:
Resultado positivo: presencia de turbidez o crecimiento mas allá de la línea de siembra.
Resultado negativo: crecimiento solamente en la línea de siembra.
2-Ornitina descarboxilasa:
Resultado positivo: color púrpura.
Resultado negativo: color amarillo. A veces se puede desarrollar un color violáceo en la
superficie del medio.
3-Prueba del indol: La prueba de indol se realiza una vez que se ha determinado la movilidad y
la prueba de Ornitina.
Resultado positivo: color rojo al agregar el reactivo revelador.
Resultado negativo: el color del reactivo revelador permanece incoloro-amarillento.
CASO CLINICO
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