Transcript 10 - Structure de la membrane

STRUCTURE DE LA MEMBRANE
1
Introduction
• Membrane plasmique
– limite de la cellule
– différences intra/extra cellulaire
• Membranes intra-cellulaires
– RE, Golgi, mitochondrie
• Transferts d'ions ou d'informations
(récepteurs)
2
Introduction
• Nombreuses fonctions
• Structure générale unique
3
Propriétés de la
membrane plasmique
• Dynamique 
• Fluide (liaisons non covalentes)
• Asymétrique
• Mosaïque de protéines en
solution dans des lipides
4
Figure 10-1 2008
Figure 10-1 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
6
Figure 10-1a 2008
Figure 10-1a Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
7
ME d'une membrane
8
Figure 10-1b 2008
Figure 10-1b Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
9
Figure 10-1c 2008
Figure 10-1c Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
10
Structure générale
• Lipides
– barrière imperméable aux molécules
solubles
• Protéines : toutes les autres fonctions
– transport
– synthèse d'ATP
– liaison avec le cytosquelette
– récepteur
– 30% des protéines codées par le génome
11
Autres fonctions des
membranes
• Transport des petites molécules
• Canaux ioniques
• Maintien des propriétés électriques
• Médiation chimique
• Adhésion cellulaire
• Translocation des protéines
• Trafic vésiculaire
12
I - LES LIPIDES
MEMBRANAIRES
• Les phospholipides
– PC
– PS
– PE
– Sphingomyéline
– PI (phosphatidyl inositol)
• Le cholestérol
• Les glycolipides
13
A - Propriétés générales
des lipides membranaires
• 50 % en masse de la membrane
• 5.106 molécules par micron2
• 109 molécules pour une petite cellule
• Toutes sont amphiphiles
(=amphophiles, =amphiphatiques)
– pôle hydrophile (qui aime l'eau) = polaire
– pôle hydrophobe (qui fuit l'eau) = non
polaire
14
Figure 10-2 2008
Figure 10-2 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
15
• Phospholipides
Fig 10-2
Phosphatidylcholine
– les plus abondants
– une tête polaire
– deux queues
hydrocarbonées
hydrophobes (14 à 24
atomes de C)
– 1 ou 2 doubles liaisons
sur une queue
16
Groupe polaire
Fig 10-2
Queue non polaire
Phosphatidylcholine
17
Fig 10-2
• Phosphatidylcholine
(modèle dans l'espace)
Phosphatidylcholine
18
• Interaction de molécules hydrophiles et
hydrophobes avec l'eau
Solubilisation facilitée
Figure 106 2008
Structure en "igloo"
Figure 10-6 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
19
Figure 10-7 2008
Figure 10-7 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
20
Organisation des lipides
dans un environnement
aqueux
(fonction de la forme
de la molécule de
lipide)
Figure 10-7a
2008
Figure 10-7a Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
21
Organisation des
lipides dans un
environnement
aqueux
(fonction de la forme
de la molécule de
lipide)
Figure 10-7b Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
22
Figure 10-8
2008
Figure 10-8 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
• Fermeture spontanée
d'une bicouche de
phospholipides pour
former un
compartiment clos
• Élimination d'une
situation défavorable
énergétiquement
24
• Mukherjee,S2004p839
Membrane
Représentation schématique de la formation
préférentielle des
courbures des membranes en fonction de la forme des lipides
domains
• Figure 2 Schematic representation of
how lipid shapes affect their curvature
preferences.
26
La bicouche lipidique est
un fluide à 2 dimensions
• Date de 1970
• Étude à partir de bicouches lipidiques
synthétiques
– liposomes (25 nm à 1 )
– membranes "noires" 2-D
27
Fig 10-6
100 nm
ME de liposome non fixés non
colorés dans de l'eau congelée
rapidement dans l'azote liquide
25 nm
Schéma de liposome largement
utilisé pour l'étude des membranes
28
ME de liposome non
fixés non colorés dans
de l'eau congelée
rapidement dans
l'azote liquide
Figure 10-9a
2008
Figure 10-9a Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
29
Schéma de liposome largement
utilisé pour l'étude des membranes
Figure 10-9b
2008
Figure 10-9b Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
30
La bicouche lipidique est
un fluide à 2 dimensions
• Date de 1970
• Étude à partir de bicouches lipidiques
synthétiques
– liposomes (25 nm à 1 ) 3-D
– membranes "noires" 2-D
31
Figure 10-10 2008
Bicouche lipidique synthétique (utilisé pour
mesurer les propriétés de perméabilité des
membranes synthétiques)
Figure 10-10 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
33
Figure 10-11 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
34
Figure 10-11a Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
35
Mouvements des molécules
lipidiques dans la bicouche
lipidique
• Molécules marquées par un "spin"
(comme =N-O) qui créent un signal
paramagnétique (Electron Spin
Resonance)
• Mêmes résultats in vitro et in vivo
36
(107 par seconde)
Figure 10-11b 2008
(<1 par mois)
Figure 10-11b Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
38
Mobilité des molécules
dans la membrane
• Les phospholipides sont confinés dans
leur feuillet membranaire
• Problème pour leur synthèse (Cf. infra)
– fabriqués dans un seul feuillet de la
membrane (le feuillet cytosolique du RE )
– changement de feuillet grâce à un
translocateur (enzyme membranaire)
39
Facteurs de la fluidité
• Composition en lipides et température
– un seul phospholipide
liquide  gel : point de fusion
– il y a en plus du cholestérol et des
glycolipides
40
Figure 10-12 2008
Chaines plus difficiles à compacter  plus difficile à "geler"
Figure 10-12 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
Chaines plus faciles à compacter  plus faciles à "geler"
42
• Cholestérol
• Jusqu'à une molécule par molécule de phospholipide
• Augmente la barrière de perméabilité (diminution de la perméabilité aux
petites molécules hydrosolubles)
• Immobilise les chaînes hydrocarbonées avoisinantes  rend la membrane
moins fluide
• Empêche la cristallisation  inhibe les éventuels changements de phase44
Figure 10-4 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
Augmentation
de la rigidité
du début de la
chaîne
hydrocarbonée
Figure 10-5 2008
Cholestérol dans une bicouche lipidique
Figure 10-5 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
46
B - Composition des
membranes
• Phospholipides
(50% des lipides en masse)
– Phosphatidyl choline (PC) (neutre)
– Phosphatidyl éthanolamine (PE) (neutre)
– Phosphatidyl sérine (PS) (négatif)
– sphingomyéline (SM) (neutre)
– (Phosphatidylinositol)
• Cholestérol
• Glycolipides
47
Composition approximative des
lipides des membranes
Table 10-1 2008
Table 10-1 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
49
Figure 10-3 2008
Charge neutre
Charge nette négative Charge neutre
Figure 10-3 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
Charge neutre
50
Autres phospholipides
• Inositol phospholipides
– très peu abondants
– très importants dans la médiation chimique
• beaucoup d'autres …
• Rôle
– permettent l'action des protéines en
solution dans ces lipides (environnement
ionique, certaines enzymes cytosoliques…)
52
Les radeaux lipidiques
• Microdomaines maintenus par des
chaînes longues et saturées de lipides
(comme les sphingolipides)
• Considérés comme des changements de
phase dans la bicouche lipidique qui se
trouve enrichie en sphingolipides et
cholestérol
• Chaînes longues  membrane plus
épaisse
• Environ 70 nm de diamètre
54
Les radeaux lipidiques
• Organisent certaines protéines
membranaires qui s'accumulent dedans
• Les mouvements dans les deux feuillets
ne sont plus indépendants au niveau
des radeaux
55
"Radeau" lipidique
Figure 10-14b 2008
Figure 10-14b Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
57
Lipid raft (un exemple)
Fig 13-63 Lipid raft
58
Microdomaines lipidiques de
la membrane plasmique
(VanMeer,G Science 2002, vol.296, p.855)
Les sphingolipides et
le cholestérol forment
des moins fluides
appelés radeaux
lipidiques (B)
Sous-domaines encore plus rigides enrichis en
ganglioside GM1 (sphingolipid) (C)
Glycérophospholipids insaturés (A)
Feuillet interne
(E)
Microdomaine de composition
lipidique inconnue enrichi en
protéines porteuses d’un groupe
lipidique prényl qui sert d’attache
(D)
La cavéoline et des protéines porteuses de deux chaînes
acyl saturées se concentrent dans les cavéoles (F)
59
Exemple de radeau
• Simons,K2000
lipidique
avec deux
• Fig. 1. Model of a raft with two intercalated
protéines
proteins. A GPI-anchored protein is attached to
Extérieur
the exoplasmic
leaflet, and a doubly acylated
Src-kinase to the cytoplasmic leaßet. Lipids
within the liquid-ordered phase are shown as
redSimons,K2
and in the liquid-disordered phase as blue.
Cholesterol, indicated by orange, partitions
000,Scienc
preferentially
into the liquid-ordered phase. The
outer leaßet of the raft is enriched in
e,290,1721
glycosphingolipids
and sphingomyelin, and the
corresponding inner leaßet is illustrated as
,How
cells with predominantly
containing
glycerolipids
saturated fatty acyls. The degree of acyl chain
handle
saturation
in the putative inner raft leaßet
remains open. The coupling between the exoand cytoplasmic leaßets is hypothetical; the
connecting mechanisms remain to be
established, but antibody patching of a GPIanchored protein leads to copatching of the
associated Src-family kinase (85).
cholesterol
Cytosol
Prédominance de
glycosphingolipides et
de sphingomyéline
Prédominance de
glycérolipides à
chaînes saturées
Co-patching des deux
protéines mise en
évidence par anticorps
60
•
•
•
•
•
•
Représentation schématique
de la répartition intra
cellulaire du cholestérol, de
sa maturation, et de ses
circuits.
Simons,K2000-Fig. 2. Schematic presentation of cellular cholesterol distribution, processing, and
trafÞcking circuits.
Cholesterol is synthesized in the endoplasmic reticulum (ER).
Part of it is transported via the Golgi complex (1) and the trans-Golgi network (TGN) to the plasma
membrane, where it is distributed either to raft (2, red) or nonraft (3, blue) microdomains.
The majority of cholesterol, however, takes a Golgi-bypass route (4) to the cell surface. Cholesterol can
be internalized from the plasma membrane by endocytosis via clathrin-coated vesicles (5) or other
pathways, including caveolae (6). Endocytosed rafts are found in sorting and recycling endosomes.
From the endocytic circuits, cholesterol may be recycled to the surface (7) or transported back to the ER
(8). Also, retrograde routes from the Golgi complex (9) recycle cholesterol to the ER.
There may also be a route involving transport via caveolae to the ER. Caveolae have been shown to
internalize the simian virus 40 (86). This is delivered to a peripheral compartment from where caveolin
returns, and the virus is packaged into tubules that move to the ER (87). Cholesterol is endocytosed in
LDL via clathrin-coated pits (10) and transported to sorting endosomes (SE; 11). From there, it can be
recycled to the surface either via a rapid route (12) or through slower circuits involving recycling
endosomes (RE; 13, 14). Cholesterol is also transported to late endocytic structures [15, late endosomes
(LE) and lysosomes (LY)] that can fuse with each other (16). Sorting, recycling, and late endosomes
communicate with the exocytic pathway at the level of the TGN (17 through 19), thus exchanging
cholesterol between the endocytic and exocytic routes. Cholesterol esters in LDL are hydrolyzed prior to
release from the endocytic organelles, but cholesterol returning to the ER may become re-esteriÞed.
Cholesterol esters (CE) are deposited in cytosolic lipid droplets (20) from where cholesterol can be
mobilized upon ester hydrolysis (21). Cholesterol and cholesterol esters can also be exchanged directly
between circulating lipoproteins and the plasma membr ne. Caveolae have been implicated in the uptake
of cholesterol esters from HDL (22), and free cholesterol can be taken up from LDL (23). Cholesterol
Simons,K2000,Science,290,172
1,How cells handle cholesterol
Radeau
Non Radeau
61
Rajendran,L2005p1099
• J Cell Sci 2005 p 1099
63
•
Topology
model of
caveolin-1
Fig. 4. Topology model of caveolin-1. Helical and
buried regions have been predicted from
primary structure. The model assumes that
Journal
of Cell
Science
119,
787-796
charged
groups
(green)
have
access
to the
(2006)
Biogenesis
of caveolae:
a
membrane
surface
and tryptophan
residues
(W)
structuralbonded.
model for
caveolin-induced
are hydrogen
Note
that tryptophan
domain
Parton,
residues
stay formation
within oneRobert
helicalG.
turn
of either the
Michael
John
F.
cytosolic
(W85,Hanzal-Bayer
W98, W128)and
or the
exterior
(W115) membraneHancock
interface. Aromatic residues
tend to stay together (black numbers indicate
their position in rotational degrees relative to
the first aromatic residue of each segment).
Segment 80-95 qualifies as an in-plane
amphipathic membrane anchor and might
compensate for the effect of segment 95-110
being shorter than segment 110-130. Aromatic
residues are depicted in yellow, known surface
accessible residues in red, and the palmitoyl
moieties are to scale. (Numbers correspond to
murine caveolin-1.)
64
Figure 1:
A)
The most commonly cited hypothesis for membrane rafts proposed
by K. Simons (Dresden, Germany) (16) depicts rafts that are
relatively large structures (50 nm) (83), enriched with cholesterol
and sphingolipid (SL), with which proteins are likely to associate.
B)
Anderson & Jacobson (84) visualize rafts as lipid shells that are
small, dynamic molecular-scale assemblies in which 'raft' proteins
preferentially
associate
certainRafts:
types of
lipids. The recruitment
Mayor,
Satyajit
& Rao,with
Madan
Scale-Dependent,
of these 'shells' into functional structures could be a dynamic and
Active Lipid Organization at the Cell Surface.
regulated process.
Traffic
5 (4),
231-240.
C)
Another point of view
is that
a large
fraction of the cell membrane
is raft-like and exists as a 'mosaic of domains'; cells regulate the
amount of the different types of domains via a cholesterol-based
mechanism (45).
D)
Actively generated spatial and temporal organization of raft
components. A different picture, which is consistent with data from
GPI-anchored protein studies in living cells (52,60), suggests that
preexisting lipid assemblies are small and dynamic, and coexist
with monomers. They are actively induced to form large-scale
stable 'rafts'. Black circles, GPI-anchored proteins; red and pink
circles, nonraft associated lipids; yellow circles, raft-associated
lipids; green, cholesterol. Scale bar 5 nm.
65
Figure 10-13 2008
Figure 10-13 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
66
Figure 10-14a 2008
Figure 10-14a Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
67
News Physiol Sci 19: 39-43, 2004;
doi:10.1152/nips.01505.2003
68
69
News Physiol Sci 19: 39-43, 2004;
doi:10.1152/nips.01505.2003
70
Figure 10-15 2008
Figure 10-15 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
71
Asymétrie des membranes
(dans le GR)
• Si

• Si

choline, (PC ou SM)
feuillet externe
amine primaire terminal (PE ou PS)
feuillet interne
72
PC SM
Figure 10-16 2008
PE PS
Figure 10-16 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
74
Importance fonctionnelle de
l'asymétrie des membranes
• 1 - Liaison spécifique de protéines
cytosoliques eg : Protéine Kinase C
(PKC) nécessite la charge négative de
PS pour exercer son activité
75
Importance fonctionnelle de
l'asymétrie des membranes
• 2 - Il peut y avoir modification de la
tête du phospholipide eg :
phosphatidylinositol (concentré sur le
feuillet cytosolique) peut être
phosphorylé par une lipide-kinase
(comme phosphatidylinositol kinase
[PI3K])
76
Figure 10-17a 2008
2 - Il peut y avoir
modification de la tête du
phospholipide eg :
phosphatidylinositol peut
être phosphorylé par une
lipide-kinase (comme
phosphatidylinositol kinase
[PI3K])
Figure 10-17a Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
77
Figure 10-17b 2008
3 - Autre modification de la tête du phospholipide: clivage du
phospholipide (inositol phospholipide) membranaire par la
phospholipase C (PLC) en générant 2 fragments :
–
–
l'un reste dans la membrane et active PKC (Prot. Kinase C)
l'autre est libéré dans le cytosol pour libérer le Ca++ du RE
Figure 10-17b Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
79
Fig 15-36 exemple de 1015 (B) PIP2 DAG
Exemple de 3 : le phospholipide est PI(4,5)P2
Les 2 fragments sont IP3 et DAG
81
Sites d'action des
différentes classes de
phospholipases sur les
phospholipides
• A1
• A2 Figure 10-17c
•C
2008
•D
Figure 10-17c Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
83
Importance fonctionnelle de
l'asymétrie des membranes
• 1 - Protéine Kinase C (PKC) nécessite la charge
négative de PS pour exercer son activité
• 2 - Phosphatidylinositol peut être phosphorylé
par une lipide-kinase (phosphatidylinositol
kinase PI3-kinase)
• 3 - Clivage du phospholipide (inositol
phospholipide) membranaire par la
phospholipase C (PLC) en générant 2 fragments
• 4 - Apoptose distinction entre cellule vivante et
84
cellule morte
Apoptose
• PS qui est normalement sur la face
cytosolique se transloque sur la face
extracellulaire
• PS devient un signal pour les cellules
voisines (macrophages … )
• Se fait par deux mécanismes :
– inactivation du translocateur habituel
– transfert non spécifique des phospholipides
dans les deux directions par l'activation
d'une "scramblase"
85
Les glycolipides
• Les plus asymétriques
– sur la face extra cellulaire uniquement
– surtout sur les "radeaux"
• Ont tendance à s'associer (par leurs
chaînes longues et saturées)
• Addition de sucres dans la lumière du
Golgi (topologiquement équivalent au
milieu extra cellulaire)
• 5 % des lipides de la membrane
86
Les gangliosides
• Les plus complexes des glycolipides
• contiennent acide sialique 
• charge négative
• plus de 40 types différents
• cellules nerveuses : 5 à 10 % de la
masse lipidique totale
87
Rôle des glycolipides
• Protection des épithéliums
• Charge électrique des gangliosides
• Processus de reconnaissance cellulaire
(rôle des lectines = protéines de liaison
aux sucres)
• Les souris mutantes déficientes en
gangliosides complexes n'ont pas de
grosses anomalies mais les mâles sont
stériles
88
Glycolipides = point d'entrée de
certaines toxines bactériennes
• GM1 (cf  suivante) = récepteur à la
toxine cholérique
• Augmentation de l'AMPc intra cellulaire

• sortie de Na et H2O dans l'intestin
89
• Glycolipides
– NANA = N-acetyl
neuraminic acid
(charge négative)
– dérivent très souvent de
la sérine (comme la SM)
Figure 10-18 2008
Figure 10-18 Molecular Biology of the Cell (© Garland Science 2008)
90
FIN
92