Transcript 4. Analyse bactériologique - Missions

Méthodologie Analyse bactériologique
1. Mesure du chlore résiduel libre
2. Procédure d´échantillonnage
3. Conditionnement des échantillons
4. Analyse bactériologique kit Delagua
1. Mesure du chlore résiduel
libre
 Rincez le pool tester trois fois avec l´eau à analyser avant
son utilisation
 Remplissez les deux compartiments avec l’eau à analyser
 Ajoutez un comprimé
de DPD1 dans le
compartiment de la
mesure du chlore
 Ajoutez un comprimé
de rouge phénol dans le
compartiment de la
mesure du PH
1. Mesure du chlore résiduel
libre
 Remettre les bouchons et fermer hermétiquement
 Dissoudre les comprimés en retrournant le
comparateur plusieurs fois. Ne pas secouer le
comparateur
 Lire la mesure du chlore résiduel libre et du PH en
comparant les couleurs des solutions avec les couleurs
des témoins à la lumière du jour
Le PH doit être compris entre 6.4 et 8.5
Si la concentration en chlore résiduel libre est <0.2mg/L,
procédez à un échantillonnage stérile pour analyse
bactériologique
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2. Procédure d´échantillonnage
 A Echantillonnage pour borne fontaine
 Utilisez un récipient/sac stérile
 Se laver les mains avec du savon, enlevez les possible tuyaux
connectés au robinet et Nettoyez le robinet avec du savon
 Laissez couler le robinet pdt 30s
 Désinfectez le robinet avec de l´alcool en enflammant un coton
 Laissez couler le robinet pdt 30s
 Rincez le sac plusieurs fois avec l´eau à analyser
 Remplissez le sac jusqu’au trait des 100ml. Ne laissez aucun volume
d´air au-dessus de l´échantillon.
 Étiquetez le sac stérile et enregistrez l´échantillonnage dans un
carnet/relevé
 Prélevez deux échantillons de la même borne pour comparer les
résultats des analyses bactériologiques (Idéalement trois).
2. Procédure d´échantillonnage
 B Echantillonnage pour bidon de 20L
 Utilisez un récipient/sac stérile
Se laver les mains avec du savon
Rincez le sac plusieurs fois avec l´eau à analyser
Ne pas mettre en contact le sac stérile et le bidon
Remplissez le sac jusqu’au trait des 100ml. Ne
laissez aucun volume d´air au-dessus de
l´échantillon.
 Étiquetez le sac stérile et enregistrez
l´échantillonnage dans un carnet/relevé
 Prélevez deux échantillons du même bidon pour
comparer les résultats des analyses bactériologiques
(Idéalement trois).




2. Procédure d´échantillonnage
 C Echantillonnage pour réservoirs / puits /
eau stagnante / cours d’eau
 Utilisez un récipient/sac stérile
 Se laver les mains avec du savon
 Plongez le sac à une profondeur min de 30cm et relevez en
maintenant l´ouverture vers le haut
 Gardez les mains éloigné de l´ouverture du sac stérile afin
d´éviter toute contamination
 Si la source n´est pas accessible, utilisez le câble et le
récipient d´échantillonnage fournit dans le kit Delagua.
 Si la source est un cours d´eau, l´échantillon doit être pris où il
ya du courant et à contre courant
 Remplissez le sac jusqu’au trait des 100ml. Ne laissez aucun
volume d´air au-dessus de l´échantillon.
 Étiquetez le sac stérile et enregistrez l´échantillonnage dans
un carnet/relevé
 Prélevez deux échantillons de la même source pour comparer
les résultats des analyses bactériologiques (Idéalement trois).
3. Conditionnement des
échantillons
 Les échantillons doivent être conservés dans une
glacière à 4°c
 Les échantillons doivent être analysés dans les 6h
suivant leur prise
 Ne pas oublier de prendre en compte le temps
d´acheminement des échantillons au laboratoire et de
préparation à l´incubation
4. Analyse bactériologique
A. Stérilisez l´ensemble de filtration
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1. Verser environ 20 gouttes de méthanol dans
le flacon de filtration
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2. Enflammer le méthanol en prenant soin
d´incliner le flacon vers le haut afin de ne pas se
bruler
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3. Attendre que le méthanol se consume puis vissez
l´ensemble de filtration en position 2. Attendre au
minimum 15min avant son utilisation
4. Analyse bactériologique
B. Préparation de la boite de pétri
4 Stérilisez les boites de pétri en les plongeant dans l´eau bouillante
pendant 10min ou utilisez un chalumeau et assemblez les boites
encore chaudes ou utilisez un chiffon propre imbibé de méthanol.
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5. Déposez un tampon absorbant à l´aide du
distributeur dans les boites de pétri. Ne pas toucher
le tampon avec les doigts
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6. Versez le milieu de culture sur le tampon
jusqu´à humidification totale de ce dernier
4. Analyse bactériologique
C. Filtration de la membrane
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7. Enflammez l´extrémité de la pince à épiler
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8. Laissez refroidir la pince à épiler en l´accrochant au
kit. L´extrémité de la pince ne doit pas rentrer en
contact avec le kit afin de rester stérile
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9. Dévissez le collier plastique et l´entonnoir de filtration.
Les déposez sur la base de filtration. Ces objets ne
doivent pas être déposés sur une surface non stérile
4. Analyse bactériologique
C. Filtration de la membrane
10. Retirez la membrane de filtration de son
10 sachet à l´aide de la pince à épiler stérile
11 11. Déposez la membrane sur le support de filtration
12 12. Celez fermement l'ensemble de filtration.
4. Analyse bactériologique
C. Filtration de la membrane
13. Versez le contenu de l´échantillon dans
l´entonnoir de filtration
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14. Connectez la pompe à vide à l'appareil de
filtration. Pompez jusqu´à ce que l'entonnoir ne
contienne plus d´eau
4. Analyse bactériologique
C. Filtration de la membrane
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15. Retirez la membrane du support de
filtration
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16. Déposez la membrane dans la boite de pétri
sur le tampon absorbant
4. Analyse bactériologique
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N°10
17. Fermez la boite de pétri et référencez la
boite à laide d'un marker
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18. Disposez les 16 boites de pétri (couvercle
en haut) dans l'incubateur même celles non
utilisées. Incubez les échantillons entre 16 et
18 h. Vérifiez que la batterie fonctionne!
4. Analyse bactériologique
D. Compte des colonies
1. Il est important que les colonies soient comptées dans les
15min qui on suivi le retrait des boites de pétri de l’incubateur
2. Comptez toutes les colonies jaunes qui
ont une diamètre entre 1 et 3mm.
3. Souvent 2 colonies ou plus s’unissent.
Examiner la forme de la colonie. Il est
normalement facile de distinguer combien
de colonies se sont unis. Compter chacune
des sous colonies.
4. Ne pas comptez les colonies transparentes, roses/rouges,
bleues/grises
4. Analyse bactériologique
D. Compte des colonies
5. Convertissez le compte en nombre de colonies par 100 ml
Volume filtré
Nombre de CF/100ml*
100 ml
Nombre de colonies x 1
50 ml
Nombre de colonies x 2
10 ml
Nombre de colonies x 10
1 ml
Nombre de colonies x 100
* CF: Coliformes fécaux
6. Les consommables contaminés par le milieu de culture doivent
être stérilisés avant d’être jeter ou incinérer