Transcript OMsurfaces07

Surveillance microbiologique
de l’environnement
- les surfaces O. Meunier
Service d’Hygiène Hospitalière et de Médecine Préventive
- Hôpitaux Universitaires de Strasbourg -
Normes NF EN ISO 14698
Salles propres et environnements maîtrisés apparentés
Maîtrise de la bio-contamination
partie 1 : principes généraux et méthodes
partie 2 : évaluation et interprétation des données de biocontamination
Description des principes et des
méthodes pour maîtriser de la biocontamination d’un environnement
Surveillance cohérente des zones à risque
Appliquer des mesures adaptées
Maîtrise de la bio-contamination
Etablissement du système formalisé
Permet d’évaluer et de maîtriser les
facteurs susceptibles d’avoir une
incidence sur la qualité microbiologique
du procédé et du produit
Définir les niveaux cible, d’alerte et d’action
Surveillance de la biocontamination
Traitement des échantillons
Culture des échantillons
• Analyse des risques points critiques pour leur
maîtrise (HACCP)
• Arbre de panne (AAP)
• Analyse des modes de
défaillance et de leurs
effets (AMDE)...
Principes de maîtrise de la biocontamination
Identifier les dangers potentiels
évaluer la probabilité que le danger se produise
identifier les mesures préventives
définir les zones à risque
définir les modalités de prévention
établir les limites de la maîtrise
établir le plan de surveillance
établir les actions correctives en cas de dérive
établir les procédures validant la maîtrise
former, rédiger.
Etablissement du système formalisé
Pour chaque zone à risque
prendre en compte le risque de contamination air, surfaces,
fréquentation...
Niveau cible
Niveau d’alerte
Première alerte en cas de dérive par
rapport aux conditions normales
nécessite une attention accrue
Niveau d’action
nécessite une intervention
immédiate, recherche de cause, action
corrective
Adaptés à la zone
Accessibles
Actualisés
Surveillance de la biocontamination
Par échantillonnage et dénombrement des unités viables
(UV ou UFC)
méthode appropriée
Choisie en fonction :
• de la zone
• des particules viables recherchées
• des concentrations attendues
• des flores autochtones
• accessibilité
• méthode
• effet du prélèvement sur la zone
• précision attendue
• efficacité du prélèvement
• ...
Surveillance de la biocontamination
Par échantillonnage et dénombrement des unités viables
(UV ou UFC)
plan d’échantillonnage
En activité maximale et au repos
Initial et actualisé
• choisir les sites en fonction de
l’emplacement et de la fonction
• nombre
• fréquence
• méthodes
• volumes ou surfaces
• neutralisants
• évènements interférants...
• à chaque dépassement de seuil
• après arrêt prolongé des
activités
• après les opérations de
maintenance
• à chaque modification de
procédé de production, de
nettoyage, de désinfection…
• après des évènements
inopinés pouvant contribuer à
la bio-contamination
Traitement des échantillons
Prélèvement, transport, traitement ne doivent pas affecter ni
la viabilité, ni le nombre des microorganismes prélevés.
Milieux de culture et incubation choisis selon le type de
microorganismes recherchés
Milieux de culture non sélectifs
additifs appropriés (inhibiteurs)
Aucune précision
Incubation appropriée
sur la qualité du
• 2 à 5 jours pour les bactéries
• 5 à 7 jours pour les champignons
milieu !
conditions atmosphériques compatibles
Evaluations des données d’échantillonnage
Doit permettre d’engager des actions correctives efficaces
Intérêt du dénombrement
Intérêt de l’identification
A définir
A évaluer
L’interprétation se fera surtout sur
la base de l’historique des
résultats obtenues dans la zone,
sur le site...
Expression des résultats
Unités Viables (UV) ou Unités Formant Colonie (UFC)
Le rapport d’essai doit comporter :
• type d’échantillon
• la méthode (numéro ou titre de la norme)
• le dispositif de prélèvement employé
• le site d’échantillonnage
• le type d’activité en cours, l’état d ’occupation
• le nombre de personnes présentes
• la date et l’heure, la durée du prélèvement
• la date d’examen des échantillons
• les conditions et durée d’incubation
• les modifications de méthode
• les résultats (numération et/ou identification)
• le nom de l’organisme chargé du rapport d’essai
• le nom et la signature du responsable des essais.
Modalités des prélèvements bactériologiques de surfaces
Effectuer des stries parallèles
rapprochées sur la surface définie
- tout en tournant l’écouvillon Répéter le prélèvement sur la même
surface en effectuant les stries dans le
sens perpendiculaire au précédent
Ecouvillons
humidifié
non standardisé
toutes les surfaces
remettre l’écouvillon dans un volume
défini de liquide pour la numération
la surface est nettoyée afin d’éliminer
tout résidu nutritif
Modalités des prélèvements bactériologiques de surfaces
Empreintes gélosées
standardisé :
500 g pdt 10 s ou 200 g pdt 2 min
ou applicateur Count-Tact
(25 g/cm2 +/- 10% pdt 10 s)
surfaces planes
Surface étudiée de 20 cm2
pression uniforme de
quelques secondes
sans mouvement circulaire
ou linéaire
la surface est nettoyée afin
d’éliminer tout résidu nutritif
Modalités des prélèvements bactériologiques de surfaces
Calcul du rendement d’extraction
par souche et par type de surface !
8 à 10 prélèvements successifs sur
la même zone - numération
plus de 3 analyses
calcul des moyennes
Si l’on admet que la méthode à un rendement constant dans des
conditions données. Le nombre de bactéries détachées varie
logarithmiquement. L’équation de la cinétique de détachement est
logNi = log a + i log b
Modalités des prélèvements bactériologiques de surfaces
Calcul du rendement d’extraction
par souche et par type de surface !
logNi = log a + i log b
Ni = nbre de germe par unité de surface pour le prélèvement de rang i
i = rang du prélèvement
log a = ordonnée à l ’origine
log b = coefficient angulaire de la droite
Log b = -0.29
Pour E. coli sur du PVC
1
2
3
4
5
6
7
8
A
B
C
D
E
F
Ni
log
380
263
183
102
70
38
15
6
416
93
62
35
10
13
7
0
460
147
53
45
22
11
0
0
584
201
124
40
43
53
21
9
680
193
78
54
31
15
5
1
620
249
129
80
46
33
10
3
523
191
105
59
37
27
9.5
3.2
2.72
2.28
2.02
1.77
1.57
1.43
0.98
0.5
Rang de prélèvement
NT = N1/(1-b)
b = 0.52
NT = 523 /(1 - 0.52) = 1090
Modalités des prélèvements bactériologiques de surfaces
Calcul du rendement d’extraction
par souche et par type de surface !
logNi = log a + i log b
Ni = nbre de germe par unité de surface pour le prélèvement de rang i
i = rang du prélèvement
log a = ordonée à l ’origine
log b = coefficient angulaire de la droite
R = N1/NTx100
Pour E. coli sur du PVC
1
2
3
4
5
6
7
8
A
B
C
D
E
F
Ni
log
380
263
183
102
70
38
15
6
416
93
62
35
10
13
7
0
460
147
53
45
22
11
0
0
584
201
124
40
43
53
21
9
680
193
78
54
31
15
5
1
620
249
129
80
46
33
10
3
523
191
105
59
37
27
9.5
3.2
2.72
2.28
2.02
1.77
1.57
1.43
0.98
0.5
N1 = 523
NT = 1090
R = 48 %
Inox X2
carrelage X2
PVC X5
bois X10
Modalités des prélèvements bactériologiques de surfaces
Attention
Grandes variations des résultats en fonction des
couples bactérie / support testés étudiés
PVC
inox
E. coli
48 %
28 %
S. aureus
37 %
21 %
Très
bonne
adhésion
sur l’inox
1. Préparation d’une suspension de
Staphylococcus aureus
ATCC 29213 à 105 UFC/ml dans de l’eau
distillée stérile (EDS)
2. Contamination artificielle d’échantillons de
textile tissé (polyester-coton) stérile, carré de 3 cm
de côté, suivi d’un séchage sous flux laminaire
50l de suspension
à
105 UFC/ml
Calcul du rendement d’extraction
des empreintes gélosées
pour le contrôle microbiologique des textiles
50l d’EDS
(témoin négatif)
2
1,8
mo yen2
3. Sur chaque échantillon de tissu (n=5)
10 prélèvements successifs sont réalisés à l’aide
de boîtes Rodac contenant un milieu TCSA
additionné de lécithine et de polysorbate
boîte Rodac
échantillon
de tissu
poids de 200g
appliqué pendant
2 min
boîte de Pétri
stérile
log (nbre d'UFC extrait)
1,6
A2
1,4
B2
C2
1,2
D2
A1
1
B1
0,8
C1
D1
0,6
mo yen1
0,4
0,2
0
0
1
2
3
4
5
6
rang de prélèvement
4. Incubation à 37°C pendant 24h puis
dénombrement des colonies
7
8
9
10
11
1. Préparation d’une suspension de S. aureus
ATCC 29213 à 105 UFC/ml dans de l’eau distillée
stérile
50l de suspension à
105 UFC/ml
50l d’eau distillée stérile
(témoin négatif)
3. Chaque échantillon (n=3) est placé dans
un Erlen avec 10 ml d’eau distillée stérile (EDS)
10mL
d’EDS
4. Sonication (12 min à 35 kHz)
pour chaque échantillon, 6 extractions successives
sont réalisées
4
m o ye nne e s s a i 1
3,5
Log (nbre d'UFC extrait)
2. Contamination artificielle d’échantillons de
textile tissé (polyester-coton) stérile, carré de 3 cm
de côté, suivi d’un séchage sous flux laminaire
Alternative à la technique
des empreintes gélosées
pour le contrôle microbiologique des
textiles
m o ye nne e s s a i 2
3
2,5
y = - 0 ,3 8 9 8 x + 3 ,5 7 19
R 2 = 0 ,9 5 5 8
2
1,5
y = - 0 ,4 3 13 x + 3 ,8 18 2
R 2 = 0 ,9 7 3 5
1
0,5
0
0
1
2
3
4
Rang d'extraction
4. Dénombrement des bactéries libérées du tissu
à partir des suspensions obtenues à la fin de chaque
extraction (sur milieu TCSA additionné de lécithine et
de polysorbate).
y = - 0 ,4 5 2 2 x + 3 ,5 8 19
R 2 = 0 ,9 8 2 4
m o ye nne e s s a i 3
5
6
7
Modalités des prélèvements bactériologiques de surfaces
avec neutralisants
• Empreintes gélosées
• Ecouvillonnage, frottis
lecithine
polysorbate 80
thiosulfate de sodium
L-histidine
• Brossage, lavage-récupération
• Aspiration récupération
• Bioluminescence (ATPmétrie)
technique recommandée
par le CDC
Limites
• Eléments d’appréciation qualitatifs
• Faible surface investiguée
• contamination très variable d’un site à l’autre
• conditions de survie variables (biofilm, matière organique)
• Microorganismes « stressés »
• Attention au taux de récupération ou rendement de la technique
fonction de la technique
de la surface
de l’espèce bactérienne recherchée
Limites
• Choix des milieux
Milieux riches, milieux pauvres ?
PCA ou PCSA ou PSA
Gélose au sang de mouton
Milieux sélectifs
Gélose count tact Biomérieux
biotrypcase
biosoyase
NaCl
agar
eau
pH 7
15 g
5g
5g
20.5
Bouillon thioglycolate
pour les germes anaérobies
Bouillon trypcase soja
pour les germes aérobies
+ inhibiteurs
Alginate, dissolution dans le bouillon
+ inhibiteurs
+/- radiostérilisé
Limites
• Les inhibiteurs
Lecithine
Chlorhexidine
0.7g/l
Phénols, aldéhydes
Polysorbate 80 (tween 80) 5 g/l
L Histidine
1g/l
Thiosulfate
0.5 g/l
Ammonium quaternaire
Dérivés mercuriels et
hexochlorophène
Halogénés
Tester l’efficacité des inhibiteurs
Interprétation
Industrie alimentaire
< 1 / cm2
2 à 10 / cm2
11 à 100 / cm2
> 100 / cm2
Flore totale / 10 cm2
Coliformes totaux / 10 cm2
Listeria
excellent
bon
surface à nettoyer
arrêter la chaîne de production
Satisfaisant
< 10
0
abs
Acceptable
11 à 100
1 à 10
abs
non satisfaisant
> 100
> 10
présence
Interprétation
Industrie alimentaire
< 1 / cm2
2 à 10 / cm2
11 à 100 / cm2
> 100 / cm2
excellent
bon
surface à nettoyer
arrêter la chaîne de production
Zones à risques infectieux à l’hôpital
risque UFC/25cm2 UFC/100cm2
4
<5
< 10
3
<5
< 100
2
< 50
< 1000
1
< 125
> 1000
Recommandation
française
Projet de norme
européenne
Interprétation
Zones à hauts risques infectieux
UFC/boite
niveau d’action
25
niveau d’alerte
10
niveau cible
5
Zones à très hauts risques infectieux
UFC/boite
niveau d’action
10
niveau d’alerte
5
niveau cible
<1
Aspec
hors présence humaine
+ ou - 10 en
présence humaine
Interprétation
Faire des plans d’échantillonnage fonction des indications
épidémie
contrôle
bactéries ou champignons
pendant l’activité, après l’activité…
Fréquence des prélèvements dépend aussi des indications
Importance majeure de la comparaison des résultats entre eux,
sur le long terme, avec la même méthode, même technicien…
Définition de ses propres seuils sur la base de l’historique des
résultats
À l’Hôpital
ENVIRONNEMENT
INFECTIONS NOSOCOMIALES
Eau
Air
Surfaces
Réservoir de microorganismes
?
Infections nosocomiales
AS
DS
OUI pour
- Aspergillus
- Legionella
- Mycobactéries
- Pseudomonas...
Olivier Meunier / Institut d’Hygiène / oct 2002
? pour
les autres microorganismes
Hypothétique
non démontré
Infections
nosocomiales
Environnement
AIR
possibles
Aspergillus fumigatus
Legionella pneumophila
EAU
SURFACES
?
probables
Pseudomonas aeruginosa
Stenotrophomonas maltophilia
sans preuve
Les surfaces peuvent elles constituer
des réservoirs microbiens à l’origine de
la contamination ?
Difficulté d’établir une relation de causalité entre le
réservoir environnemental et la survenue d’infections
nosocomiales
Immensité du réservoir
Analyse exhaustive impossible
Représentativité de l’échantillonnage ?
Modalités techniques
Coût des analyses
Inoculum suffisant
Virulence
Porte d’entrée
Mode de contamination
Réceptivité du patient
colonisation
Nombreuses étapes
infection
ENVIRONNEMENT
INFECTIONS NOSOCOMIALES
épidémies
Recherche d’un réservoir
environnemental
Hypothétique
non démontré
- Résultats positif
- Comparaisons phénotypique
et génotypique
AS
DS
À l’origine du ou des cas ?
ou
Reflet de la présence du ou des cas ?
Olivier Meunier / Institut d’Hygiène / oct 2002
ENVIRONNEMENT
INFECTIONS NOSOCOMIALES
La maîtrise de l’environnement semble
néanmoins indispensable à l’hôpital
et nécessite un contrôle
- Contrôle dans le cadre d ’une qualification d ’installation
bloc opératoire, flux, circuits de dialyse…
- Contrôle de surveillance
maintenance, après travaux, définition des seuils
- Contrôle d ’investigation
recherche d ’un réservoir à l ’origine de cas
- Contrôle à titre pédagogique
visualisation sur les mains
AS
DS
Olivier Meunier / Institut d’Hygiène / oct 2002
ENVIRONNEMENT
INFECTIONS NOSOCOMIALES
Limites aux contrôles
Attention aux techniques de prélèvement
limites, reproductibilité, standardisation...
Définir des seuils
- cible
- alerte
- action
Les contrôles ne sont pas
- des prévisions de risque infectieux
- des certificats de conformité
- des certificats de bonne ou mauvaise conduite
- des certificats de bonne conscience
AS
DS
Olivier Meunier / Institut d’Hygiène / oct 2002
Environnement
Réservoir microbien
Bactéries :
Grande diversité
flore environnementale (Bacillus sp, Acinetobacter sp, Staphylococcus sp)
flore humaine saprophyte (S. hominis, S. epidermidis, Acinetobacter baumannii…)
flore humaine opportuniste (Pantoea agglomerans, Pseudomonas sp, S. maltophilia)
flore humaine pathogène
Virus
Champignons :
Parasites :
ATNC
survie des levures (Rhodotorula, Candida sp)
champignons filamenteux (grande variété, fréquence d’A. fumigatus)
Cryptosporidium parvum
kystes d’amibes
Giardia intestinalis
Cyclospora
microsporidies
Survie dans l’environnement
Oreillons
Rubéole
Herpes
CMV
Influenzae
minutes
VRS
B. pertussis
heures
H. influenzae
N. meningitidis
S. pneumoniae
jours
Adenovirus
Hépatite A
Rotavirus
Hépatite B
semaines
M. tuberculosis
Acinetobacter
Staphylococcus
Nettoyage et désinfection des surfaces
Bionettoyage
Détergent-désinfectant :
Réduction d’un log10
le nombre de bactéries sur une surface nettoyée
Nettoyeur vapeur :
Réduction d’un log10
Si l’on traite moins de 8 m2 en 2 minutes
Comment désinfecter ?
NETTOYER
RINCER
DESINFECTER
détergent
eau
Désinfectant
NETTOYER - DESINFECTER
RINCER
Détergent-Désinfectant
eau
« On ne désinfecte que ce qui est propre »
O. Meunier / Institut d’Hygiène / 2003
Comment désinfecter ?
Détergent
savon, produit vaisselle...
Désinfectant
alcool à 70°
formes végétatives
0,5°Chl
VHB Adénovirus
1,2°Chl
Détergent-Désinfectant
Réservé à l’usage alimentaire
O. Meunier / Institut d’Hygiène / 2003
Spores bactériennes Rotavirus
3 à 6°Chl
Eau de Javel
Comment désinfecter ?
Chiffonnette imprégnée
Temps de contact de 15 minutes
avant le rinçage
Immersion
Temps de contact de 15 minutes
avant le rinçage
Le séchage est recommandé
O. Meunier / Institut d’Hygiène / 2003
Indications des prélèvements bactériologiques de surfaces
• Contrôle de la qualité des procédures de bio-nettoyage
Respect des procédures
• Recherche d’un réservoir à l’origine de cas groupés
Pseudomonas aeruginosa
Objet de bain contaminé en pouponnière
Bain marie dans un service de greffe
surfaces / erreur d’utilisation des détergents et dD
Alcaligenes (Achromobacter) xylosoxidans
Pantoea agglomerans
Stenotrophomonas maltophilia
• Visualisation de la qualité microbiologique de l’environnement
But pédagogique
Récupérer les bactéries à partir des surfaces
bactéries « stressées »
Milieux riches ou milieux pauvres ?
Gélose au sang
Milieu TCSA
peptone de caséine
peptone de soja
NaCl
Agar
15
5
5
18
peptone
23
amidon
1
NaCl
5
Agar
18
sang de mouton
Autres milieux « pauvres » : PCA, R2A, TGA...
enrichissement
Récupérer les bactéries à partir des surfaces
bactéries « stressées »
Enrichissement ou non ?
18 à 24 h à 37°C
bouillon nutritif
amplification
pas de quantification
360 prélèvements
Nombre d’espèces différentes : 718
Entérobactéries
P. aeruginosa
Staphylococcus sp
78 (10.8 %)
12 (15 %)
17 (30.4 %)
29 (11.7 %)
96 (13.4 %)
11 (13.8 %)
20 (35.7 %)
45 (18.2 %)
Milieu TCSA
enrichissement
Gélose au sang
Milieu TCSA
496 (69.1 %) 71 (89 %)
42 (75.0 %)
136 (55.1 %)
Gélose au sang
650 (90.5.6 %) 79 (98.8 %)
55 (98.2 %)
247 (100 %)
718
56
247
80
Exemples de réponse
Interprétation et expression des résultats
Staphylococcus epidermidis est un microorganisme de la flore
cutanée humaine dispersé dans l’environnement par les mains.
Nous avons montré que les souches isolées à proximité des
malades sont très souvent méticillino-résistantes (60 %) et nous
pensons que l’environnement peut jouer le rôle de réservoir
secondaire à l’origine de la contamination des malades.
Staphylococcus aureus est une bactérie de la flore humaine
dispersée dans l’environnement par les mains. Elle est responsable
de près de 20 % des infections nosocomiales.
Exemples de réponse
Interprétation et expression des résultats
Acinetobacter baumannii est une bactérie de la flore cutanée
humaine normale. Elle est de plus en plus souvent responsable
d’infections nosocomiales.
A l’hôpital, Acinetobacter baumannii est volontiers résistant aux
antibiotiques (58 % expriment une céphalosporinase).
Enterococcus, Streptocoque D, Enterobacter,... Sont des bactéries
de la flore fécale humaine dont la dispersion dans l’environnement
est manuportée. Ces bactéries sont fréquemment impliquées dans
les infections nosocomiales.
Exemples de réponse
Interprétation et expression des résultats
Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia... Sont
des bactéries de la flore hydrique, colonisants les points d’eau et
toutes les zones humides. Une décolonisation des siphons peut être
effectuée régulièrement par 100 ml d’eau de Javel par exemple.
Toutes ces bactéries doivent être éliminées des surfaces à proximité
des malades par un nettoyage régulier et soigneux : S… à 0,25 %.
Le lavage des mains très régulièrement permet d ’éviter la
dispersion des microorganismes.
Résultats d’étude 1
DIVERSITE DES ESPECES BACTERIENNES
DANS LES PRELEVEMENTS
DE L’ENVIRONNEMENT A L’HOPITAL
Roggy S., Winum A., Freyd A., Bientz M., O.Meunier
Institut d’Hygiène, Faculté de Médecine, Strasbourg
DIVERSITE DES ESPECES BACTERIENNES
DANS LES PRELEVEMENTS
DE L’ENVIRONNEMENT A L’HOPITAL
Bacillus cereus
B. licheniformis
B. pumilus
B. lentus
B. circulans
B. brevis
B. sphaericus
B. subtilis
Paenibacillus pabulis
non identifié
10/53
9/53
4/53
2/53
1/53
1/53
1/53
1/53
1/53
12/53
Enterococcus faecalis
50%
Enterococcus sp non faecalis
SALLE DE SOIN
(loin du malade)
près de l’eau
A
loin de l’eau
B
CHAMBRE
(près du malade)
près de l’eau
C
loin de l’eau
D
DIVERSITE DES ESPECES BACTERIENNES
DANS LES PRELEVEMENTS
DE L’ENVIRONNEMENT A L’HOPITAL
Staphylococcus epidermidis
S. hominis
S. warneri
S. haemolyticus
A
B
C
C
49/109
18/109
14/109
13/109
D
A
B
C
D
4
1
2
3
5
6
1
2
1
38
10
11
9
1
DIVERSITE DES ESPECES BACTERIENNES
DANS LES PRELEVEMENTS
DE L’ENVIRONNEMENT A L’HOPITAL
Acinetobacter baumanii
A. lwoffi
A. calcoaceticus
A. johsonii
identification incertaine
(A. baumanii ou lwoffi)
17/43
17/43
4/43
1/43
A
B
C
D
1
1
8
12
3
5
4
4
1
4/43
A
2
B
C
C
D
2
Résultats d’étude 2
ETUDE DE LA SENSIBILITE AUX ANTIBIOTIQUES
DES PRINCIPALES ESPECES BACTERIENNES
ISOLEES DANS
L’ENVIRONNEMENT HOSPITALIER
Vidinic J., Roggy S., Freyd A., Bientz M., O.Meunier
Institut d’Hygiène, Faculté de Médecine, Strasbourg
SENSIBILITE AUX ANTIBIOTIQUES
DES PRINCIPALES ESPECES DE
STAPHYLOCOQUES A COAGULASE NEGATIVE
S. epidermidis
Méticillino-résistant
S. hominis
Méticillino-résistant
S. warneri
Méticillino-résistant
S. haemolyticus
Méticillino-résistant
49
25
18
4
14
2
13
1
A
A
B
C
D
4
5
1
6
3
1
2
3
1
1
38
24
10
1
11
1
9
1
2
1
B
C
C
D
1
SENSIBILITE AUX ANTIBIOTIQUES DES SOUCHES DE
PSEUDOMONAS AERUGINOSA
ISOLEES DANS L’ENVIRONNEMENT HOSPITALIER
Pseudomonas aeruginosa
phénotype sauvage
pénicillinase (Pase)
céphalosporinase (CHN)
imperméabilité (IMP)
IMP + Pase
IMP + CHN
A
B
53
33
5
5
6
3
2
C
C
D
A
B
C
D
15
11
2
.
.
1
1
9
7
.
.
1
1
.
24
11
3
4
5
1
1
5
4
.
1
.
.
.
Résultats d’étude 3
RECHERCHE
D’UNE SOURCE ENVIRONNEMENTALE A
L’ORIGINE DE LA CONTAMINATION DE
2 PATIENTS INFECTES PAR
ENTEROBACTER CLOACAE
COMPARAISON PAR ELECTROPHORESE EN CHAMP PULSE
DES PROFILS DE MIGRATION
DE 12 SOUCHES ENTEROBACTER CLOACAE
Pourcentage d’homologie
40
50
60
70
80
90
100
F
I
H
H
B
C
D
A
A
A
E
G
8. Env
12. Env
10. Env
11. Env
4. Env
5. Env
6. Env
1. cas clinique 1 R
2. cas clinique 2 S
3. cas clinique 2 R
7. Env
9. Env
Résultats d’étude 4
MISE EN EVIDENCE DE LA
PARTICIPATION DE L’ENVIRONNEMENT
A LA DISSEMINATION DE SOUCHES DE
S. AUREUS
O. meunier, Ph. Petitjean, C. Hernandez, N. de Almeida
Le personnel soignant
32 personnes ont accepté le prélèvement
bactériologique de la muqueuse nasale
S. aureus est isolé 14 fois
L
P
N
M
S6
S28
S27
S17
K
S18
S15
S22
J
S24
S25
C
S4
S20
S29
S26
S23
L'environnement
115 prélèvements par frottis ont été réalisés dans
le service concerné
S. aureus
25
S. epidermidis
19
C
D
pompe perf useur
p la t e a u
r o b ine t t e r ie
C
dist ribut eur de savon
dist ribut eur de servie t t e
poignées de placard
cha rio t
clavie r d' ordinat eur

F
E
G
H
pur
zellin
so nne t t e
lit
bloc
Autres exemples
• Epidémie à enterobacter aerogenes
• Cas groupés d’infection à C. difficile
• Cas groupés d’infection à Enterococcus faecium